Bartonella henselae

Voir aussi les fichiers : Bartonella Maladie des griffes du chat Systématique A partir de 1986, plusieurs souches bactériennes, apparentées à des Rochalimaea sp., ont été mises en évidence lors de septicémies, d'angiomatoses bacillaires, de pélioses hépatiques et de pélioses spléniques. En 1990, Relman et al. établissent la séquence partielle de l'ADNr 16S des bactéries présentes dans des biopsies effectuées sur des patients atteints d'angiomatose bacillaire et ils montrent que cette séquence est apparentée à celle de Rochalimaea quintana. Dans l'étude de Relman et al., aucune bactérie n'a été cultivée et la séquence de l'ADNr 16S a été établie à partir de séquences amplifiées directement à partir des bactéries présentes dans les lésions. En 1992, dans le Journal of Clinical Microbiology, Regnery et al. publient les résultats d'une étude bactériologique effectuée sur une souche bactérienne (la souche Houston-1), apparentée à Rochalimaea quintana et isolée du sang d'un malade hospitalisé pour un syndrome fébrile et contaminé par le virus HIV. La séquence de l'ARNr 16S de la souche Houston-1 présente 98,7 p. cent d'homologie avec la séquence de la souche type de Rochalimaea quintana et 99,3 p. cent d'homologie avec la séquence de la souche type de Rochalimaea vinsonii (en 1992, seules ces deux espèces étaient répertoriées au sein du genre Rochalimaea). La séquence partielle déterminée par Relman et al. se révèle identique à la séquence de la région homologue de la souche Houston-1. L'analyse électrophorétique des fragments de restriction du gène codant pour la citrate synthétase permet de différencier nettement la souche Houston-1 de la souche type de Rochalimaea quintana ou de la souche type de Rochalimaea vinsonii. En revanche, ce profil de restriction est identique à celui obtenu avec d'autres souches de Rochalimaea sp. isolées en Oklahoma, en Arkansas et en Californie. Dans le même numéro du Journal of Clinical Microbiology, Welch et al. relatent les résultats phénotypiques et génotypiques obtenus sur huit souches isolées dans l'Oklahoma. Les hybridations ADN - ADN montrent que ces huit souches forment une unique genomospecies et que cette genomospecies diffère de Rochalimaea quintana et de Rochalimaea vinsonii. Les caractères phénotypiques de ces souches sont identiques à ceux obtenus par Regnery et al. avec la souche Houston-1. En se basant sur leurs propres résultats et sur les résultats des hybridations ADN - ADN obtenus par Welch et al., Regnery et al. (1992) proposent la création d'une nouvelle espèce, Rochalimaea henselae dont la nomenclature sera validement publiée par inscription sur la liste de validation n° 42. Ultérieurement, comme toutes les autres espèces du genre Rochalimaea, Rochalimaea henselae sera transférée dans le genre Bartonella (voir le fichier Bartonella). L'étude de la séquence intergénique ADNr 16S - ADNr 23S et l'analyse des séquences des ARNr 16S permettent d'identifier deux groupes de souches au sein de l'espèce Bartonella henselae. Pour certains auteurs ces groupes, appelés génotype I et II, pourraient correspondre à des sous-espèces. La prévalence des génotypes semble variable selon les pays et les souches du génotype I pourraient être plus pathogènes que les souches du génotype II. Caractères bactériologiques Bartonella henselae est un petit bacille à Gram négatif, parfois légèrement incurvé, de 1 à 1,2 µm de longueur sur 0,5 à 0,6 µm de diamètre, aérobie, oxydase négative, catalase négative (ou faiblement positive), uréase négative, inactif sur les sucres. Cette bactérie est dépourvue de flagelle mais de petits mouvement saccadés sont parfois observés à l'état frais. Une activité peptidasique (galerie Rapid Yeast Identification Panel, Baxter Haelthcare Corp.) est notée vis-à-vis de la glycine-bêta-naphthylamide, de la glycylglycine-bêta-naphthylamide, de la glycine-L-arginine-bêta-naphthylamide, de la L-arginyl-L-arginine-bêta-naphthylamide, de la l-lysyl-L-alanine-bêta-naphthylamide et de la L-alanine-bêta-naphthylamide. La réponse est variable pour les tests L-isoleucine-arylamidase, L-tyrosine-arylamidase et L-séryl-L-tyrosine-arylamidase. Un résultat négatif est observé pour les tests L-histidine-arylamidase, hydroxyproline-arylamidase, proline-arylamidase et glycyl-L-proline-arylamidase. Les conditions optimales de culture sont réalisées par l'ensemencement de milieux additionnés de sang (5 p. cent de sang de mouton ou de lapin) et incubés à 35 °C dans une atmosphère humide enrichie en CO2. A l'isolement, les colonies apparaissent en 5 à 15 jours ou plus, elles ont un aspect en choux fleur, leur couleur est blanchâtre, elles sont sèches, de taille hétérogène mais généralement très petites et elles s'enfoncent dans la gélose. Lors des repiquages, les souches cultivent plus rapidement et les colonies deviennent lisses, brillantes et moins adhérentes à la gélose. Habitat et pouvoir pathogène Le réservoir de Bartonella henselae est le chat et, notamment, les chatons âgés de moins de un an. Chez le chat, l'infection est généralement inapparente et elle se transmet essentiellement par les puces (Ctenocephalides felis). La répartition géographique de Bartonella henselae est très vaste et cette bactérie a été isolé du chat dans de nombreux pays : Allemagne, Australie, Etats Unis, France, Israël, Japon, Nouvelle Zélande, Pays Bas, Royaume Uni, Suisse... Des informations complémentaires sont données dans les chapitres "Clinique" et "Epidémiologie" du fichier "Maladie des griffes du chat". Les données concernant l'infection d'autres espèces animales, comme le chien, sont très limitées. Expérimentalement, l'inoculation de chiens conduit, tout au plus, à une bactériémie de courte durée. Toutefois, le chien a été incriminé dans quelques cas de contamination de l'homme. Le rôle du chien en tant que réservoir de germes a été relancé par Kitchell et al. (2000). En effet, ces auteurs ont montré que le foie d'un chien, atteint de péliose hépatique, renfermait des séquences d'ADN de Bartonella henselae. Chez l'homme, Bartonella henselae est le principal agent étiologique de la maladie des griffes du chat mais elle est également responsable de bactériémies fébriles récurrentes ou persistantes (sévissant chez des sujets immunodéprimés et chez des sujets immunocompétents notamment, chez les enfants), d'endocardites (notamment chez des alcooliques), d'angiomatoses bacillaires et de pélioses bacillaires. L'angiomatose et la péliose bacillaires, également observées lors d'infections à Bartonella quintana, sont exceptionnelles chez les sujets immunocompétents et elles touchent, habituellement, des individus atteints de SIDA, de cancer ou des transplantés. L'angiomatose bacillaire est une prolifération vasculaire à point de départ cutané ou sous-cutané mais pouvant toucher d'autres organes. Elle se caractérise par des papules de couleur violacée ou par des nodules hémorragiques, d'une taille de quelques millimètres à plusieurs centimètres et dont le nombre, très variable, peut atteindre la centaine. Des signes généraux sont fréquemment présents et une lyse osseuse en regard des lésions cutanées est parfois observée. La péliose bacillaire ou parenchymateuse est une atteinte tissulaire profonde, vaso-proliférative, souvent localisée au foie. Elle se traduit par une hépatomégalie accompagnée de fièvre, de nausées ou de vomissements avec élévation des phosphatases alcalines. Des localisations spléniques, pulmonaires, cérébrales et médullaires sont également observées. Diagnostic biologique Le diagnostic des infections à Bartonella henselae est souvent délicat à réaliser car la culture et l'identification sont difficiles, l'examen anatomopathologique nécessite la réalisation de biopsies et il n'est pas pathognomonique, la sérologie manque de sensibilité et de spécificité... En pratique, le diagnostic est généralement assuré en associant au moins deux méthodes, par exemple : examen anatomopathologique et sérologie ou examen anatomopathologique et PCR. Bartonella henselae peut être isolée du sang ou des tissus (peau, valvules cardiaques, nœuds lymphatiques…) par ensemencement sur milieux gélosés au sang ou en cultures cellulaires. . Les milieux gélosés (gélose trypticase soja, gélose Columbia, gélose cœur-cervelle, gélose à l'infusion de cœur) contenant 5 p. cent de sang de mouton, de sang de cheval ou mieux de sang de lapin doivent être frais (préparation datant de moins de 12 jours) et incubés en présence de 5 à 10 p. cent de CO2 dans une atmosphère humide. Bartonella henselae peut également être isolée sur une gélose chocolat. La température d'incubation doit être comprise entre 35 et 37 °C et l'incubation doit être poursuivie durant au moins 45 jours (voire deux mois pour l'isolement à partir du sang). La sensibilité de la culture est augmentée par la lyse des cellules eucaryotes (méthode chimique, congélation-décongélation, centrifugation-lyse pour les hémocultures) avant ensemencement. La longue période d'incubation dans une atmosphère humide augmente les risques de contamination des milieux et, pour limiter ce risque, il est conseillé d'ajouter aux milieux de l'amphotéricine B et d'envelopper les boîtes dans du Parafilm après les 24 premières heures d'incubation. Les milieux couramment utilisés pour les hémocultures permettent la croissance mais, cette croissance n'est généralement pas détectée par les automates car la production de CO2 est trop faible. Pour pallier cet inconvénient, les surnageants d'hémocultures doivent être régulièrement examinés après coloration à l'acridine orange et/ou ensemencés sur gélose au sang. Lors de l'isolement et des premiers repiquages, les colonies de Bartonella henselae sont hétérogènes et sont constituées d'un mélange de colonies rugueuses de forme souvent irrégulière et de colonies lisses et circulaires. . L'utilisation des cultures cellulaires (cellules endothéliales, cellules Vero, cellules HeLa, cellules L929, cellules de carcinomes humains) est possible mais peu utilisée par les laboratoires non spécialisés. Elle est généralement considérée comme une technique d'appoint permettant d'augmenter les chances d'isolement. Les techniques d'identification biochimique présentent très peu d'intérêt et, notamment, elles ne permettent pas toujours de différencier Bartonella henselae, Bartonella henselae et Bartonella quintana. Bartonella henselae est généralement identifiée par des tests d'immunofluorescence utilisant des anti-sérums monospécifiques d'origine murine ou par des techniques génomiques. Ces dernières font généralement appel à l'amplification de gènes ou de fragments d'ADN : amplification des gènes codant pour les ARNr 16S, amplification du gène de la citrate synthétase (gène gltA), amplification du gène ribC codant pour la riboflavine synthétase, amplification du gène htrA codant pour une protéine de 60 kDa, amplification de la région 3' du gène ftsZ codant pour une protéine impliquée dans la division bactérienne, amplification de l'espace intergénique 16S-23S, amplification des séquences ERIC pour Enterobacterial Repetitive Intergenic Consensus... Les amplicons obtenus sont soumis à une analyse électrophorétique des fragments de restriction ou à un séquençage. Les techniques PCR peuvent être pratiquées directement sur des biopsies (peau, nœuds lymphatiques, foie...), sur le sang ou sur les puces. Jensen et al. 2000, ont décrit un test PCR, effectué en une seule étape, basé sur l'amplification de l'espace intergénique 16S - 23S et ne nécessitant pas une analyse des amplicons. Ce test, utilisable chez l'homme et l'animal, permet de différencier Bartonella henselae d'autres espèces de bartonelles pathogènes pour l'homme et/ou l'animal (Bartonella clarridgeiae, Bartonella elizabethae, Bartonella quintana, Bartonella vinsonii subsp. berkhoffii). La recherche d'anticorps est la technique la plus facile à mettre en œuvre et elle fait appel soit à l'immunofluorescence indirecte soit à l'ELISA. La sérologie présente toutefois quelques inconvénients : 1) les titres en anticorps varient selon le mode de préparation des antigènes (bactéries cultivées sur milieux gélosés ou en cultures cellulaires) ; 2) les sujets contaminés par le virus HIV et atteints de péliose ou d'angiomatose ont des titres en anticorps très faibles ; 3) environ 10 p. cent des patients atteints de maladie des griffes du chat ne présentent pas d'anticorps à un taux détectable ; 4) il existe des différences antigéniques entre les souches de Bartonella henselae expliquant certaines discordances dans les résultats ; 5) il existe des communautés antigéniques entre Bartonella henselae et Bartonella quintana ; 6) il existe de nombreuses réactivités antigéniques entre les Bartonella sp. et d'autres bactéries notamment, Coxiella burnetii, Chlamydia trachomatis, Chlamydophila pneumoniae et Chlamydophila psittaci. Au Centre National de Référence des Rickettsia, un titre en IgG supérieur à 100 est considéré comme significatif pour le diagnostic d'une maladie des griffes du chat évoluant depuis peu de temps et un titre de 800 ou plus est considéré comme significatif pour un diagnostic d'endocardite. Chez le chat, le diagnostic sérologique fait principalement appel à l'immunofluorescence et un titre de 64 ou plus est considéré comme positif. Selon les études, la valeur prédictive positive est comprise entre 39 et 46 p. cent et la valeur prédictive négative entre 90 et 96 p. cent. L'examen anatomopathologique d'une biopsie tissulaire (peau, nœud lymphatique, valves cardiaques...), bien que non spécifique, est souvent un temps essentiel du diagnostic. L'étude des lésions et les techniques mises en œuvre sortent du cadre de cette étude. Le lecteur intéressé pourra se reporter à l'ouvrage édité par A. Schmidt (1998).

Bartonella henselae cultive lentement in vitro et il est difficile d'interpréter les résultats selon les normes classiquement recommandées. Par des techniques de dilution en milieux gélosés, de nombreux antibiotiques se révèlent actifs : benzylpénicilline, amoxicilline, amoxicilline - acide clavulanique, ticarcilline, céfotétan, céfotaxime, ceftriaxone, ceftazidime, imipénème, érythromycine, roxithromycine, clarithromycine, azithromycine, gentamicine, tobramycine, doxycycline, rifampicine et sulfaméthoxazole-triméthoprime. Parmi les quinolones, la plus active est la sparfloxacine suivie de la ciprofloxacine et de la pefloxacine. La fosfomycine, la vancomycine, la clindamycine, la céfalotine, l'oxacilline et la colistine ont une faible efficacité. Ces résultats ont été confirmés par l'utilisation d'autres techniques (technique de dilutions en milieux liquide, E-test). En utilisant des bactéries cultivées en cultures cellulaires, les antibiotiques les plus actifs sont les aminosides et les macrolides. En vue d'un traitement, il semble raisonnable d'éviter la fosfomycine, la vancomycine, la clindamycine, la céfalotine, l'oxacilline ou la colistine vis-à-vis desquels les concentrations minimales inhibitrices sont élevées. En revanche, une bonne sensibilité du germe in vitro n'est pas un gage d'efficacité in vivo et seuls des essais cliniques bien documentés peuvent donner une indication sur l'efficacité d'un traitement. Chez le chat, un traitement à base de tétracycline, de doxycycline et d'érythromycine réduit le nombre de bactéries présentes dans le sang sans provoquer une véritable stérilisation et sans réduire la durée des bactériémies. L'amoxicilline et l'enrofloxacine n'ont pas une efficacité significative. La faible efficacité des traitements antibiotiques semble liée à la présence des bactéries dans les érythrocytes. Chez l'homme, lors de maladies des griffes du chat évoluant chez un sujet immunocompétent, un traitement antibiotique ne semble pas toujours susceptible de raccourcir la durée d'évolution et il ne doit être utilisé que dans les cas graves. Des quelques essais effectués, il en ressort que les meilleurs traitements sont ceux à base de rifampicine, de ciprofloxacine, de cotrimoxazole, de gentamicine, d'érythromycine et de doxycycline. Les associations érythromycine - rifampicine ou doxycycline - rifampicine semblent également donner de bons résultats. En revanche, les pénicillines et les céfalosporines n'ont pas d'efficacité. Lors d'infections survenant chez un individu immunodéprimé, le traitement est nécessaire et doit débuter par des injections intraveineuses. Les antibiotiques donnant les meilleurs résultats sont l'érythromycine et la doxycycline, éventuellement utilisées en association avec de la rifampicine ou de la gentamicine. Dans tous les cas, individus immunocompétents ou individus immunodéprimés, le traitement doit être de longue durée et se poursuivre au moins durant quatre semaines et parfois plusieurs mois. Toutefois, Tan et al. ont obtenu de bons résultats en utilisant un traitement à base de rifampicine (15 mg/kg/jour) durant 15 jours chez deux patients présentant des formes hépatospléniques. Orientation bibliographique Bartonella henselae a fait l'objet de très nombreuses publications (à la date du 9 juin 2000, plus de 340 publications sont répertoriées dans la base de données PubMed qui ne couvre pas de nombreuses publications vétérinaires). Aussi, à l'exception des références Jensen et al. (2000), Kitchell et al. (2000) et Tsukahara et al. (2000), les articles cités ci-dessous correspondent à des publications de synthèse. BERGMANS (A.) : Cat scratch disease. Studies on diagnosis and identification of reservoirs and vectors. Thèse de Doctorat, Université d'Utrecht, 1996, 152 pages. BLANCHARD (H.), ARLET (G.) et PHILIPPON (A.) : Bartonella henselae : maladie des griffes du chat ou angiomatose bacillaire ? Bulletin des Anciens Elèves de l'Institut Pasteur, 1999, N° 158, 11-15. GIEGER (T.L.), TABOADA (J.) et GROVES (M.G.) : Cat scratch disease and other Bartonella infections. Compend. Contin. Educ. Pract. Vet., 1998, 20, 1308-1315. JENSEN (W.A.), FALL (M.Z.), ROONEY (J.), KORDICK (D.L.) et BREITSCHWERDT (E.B.) : Rapid identification and differenciation of Bartonella species using a single-step PCR assay. J. Clin. Microbiol., 2000, 38, 1717-1722. KITCHELL (B.E.), FAN (T.M.), KORDICK (D.), BREITSCHWERDT (E.B.), WOLLENBERG (G.) et LICHTENSTEIGER (C.A.) : Peliosis hepatitis in a dog infected with Bartonella henselae. J. Amer. Vet. Med. Assoc., 2000, 216, 519-523. LA SCOLA (B.), MUSSO (D.) et RAOULT (D.) : Infections humaines dues aux bactéries du genre Bartonella. Revue Française des Laboratoires, 1997, N° 291, 153-159. MAURIN (M.) et RAOULT (D.) : Bartonella (Rochalimaea) quintana infections. Clin. Microbiol. Rev., 1996, 9, 273-292. MAURIN (M.) et RAOULT (D.) : Bartonella . In : J. FRENEY, F. RENAUD, W. HANSEN et C. BOLLET : Précis de bactériologie clinique, Editions ESKA, Paris, 2000, pp. 1635-1645. PIÉMONT (Y.) et HELLER (R.) : Les bartonelloses. I. Bartonella henselae. Ann. Biol. Clin., 1998, 56, 681-692. RAOULT (D.) : Infections humaines à Bartonella. Presse Méd., 1999, 28, 429-434. SCHMIDT (éd.) : Bartonella and Afipia species emphasizing Bartonella henselae. Contributions to Microbiology, vol. 1, Karger, Basel, 1998, 217 + X pages. TSUKAHARA (M.), TSUNEKOA (H.), IINO (H.), MURANO (I.), TAKAHASHI (H.) et UCHIDA (M.) : Bartonella henselae infection as a cause of fever of unknown origin. J. Clin. Microbiol., 2000, 38, 1990-1991.