Helicobacter pametensis

Systématique Lors d’une enquête épidémiologique cherchant à apprécier la contamination fécale des eaux de la rivière Pamet (Massachusetts, U.S.A), 22 souches bactériennes ressemblant à des campylobactéries ont été isolées des fèces d’animaux sauvages ou domestiques. Parmi celles-ci, treize souches appartenaient aux espèces Campylobacter jejuni, Campylobacter coli ou Campylobacter lari et neuf souches se sont révélées appartenir au genre Helicobacter (hybridation avec une sonde d’ADN spécifique du genre Helicobacter). Huit de ces souches ont été isolées d’oiseaux (Passer domesticus, Larus sp., Sterna sp.) et une souche a été isolée d’un porc domestique. La recherche d'une uréase, d'une indoxyl acétate estérase et l'étude de la sensibilité à l'acide nalidixique ou à la céfalotine permettent de séparer les neuf souches de Helicobacter sp. en trois biovars : . Les six souches du biovar A ne synthétisent pas d'uréase, elles n'hydrolysent pas l'acétate d'indoxyl, elles sont modérément sensibles à l'acide nalidixique et à la céfalotine (diamètres des zones d'inhibition inférieurs à 20 mm lorsque l'on utilise des disques chargées à 30 µg) et elles proviennent soit du porc (une souche) soit de mouettes (trois souches) soit de sternes (deux souches). . Les deux souches du biovar B ont été isolées de sternes. Elles se révèlent uréase positive, capables d'hydrolyser l'acétate d'indoxyl, très résistantes à la céfalotine (absence de zone d'inhibition) et modérément sensible à l'acide nalidixique (diamètre de la zone d'inhibition inférieur à 20 mm). . L'unique souche du biovar C, isolée d'un moineau, ne se distingue des souches du biovar B que par sa sensibilité plus marquée vis-à-vis de l'acide nalidixique (diamètre de la zone d'inhibition supérieur à 25 mm). L’analyse des séquences des ARNr 16S permettent de séparer ces souches en 3 groupes phylogénétiques qui se superposent avec les biovars. Chacun de ces groupes constitue une nouvelle espèce du genre Helicobacter mais, en raison du faible nombre de souches isolées, les souches des biovars B et C ne sont pas nommées et elles sont respectivement désignées par les nomenclatures de Helicobacter sp. Bird-B et de Helicobacter sp. Bird-C. Les six souches du biovar A ont fait l’objet d’une étude phénotypique (morphologie en microscopie photonique et électronique, caractères culturaux, caractères biochimiques, électrophorèse des protéines) et génomique (détermination du G + C p. cent, hybridation avec des sondes d’ADN, séquence de l’ARNr 16S) dont les résultats conduisent Dewhirst et al. à proposer la nomenclature, validement publiée, de Helicobacter pametensis. Caractères bactériologiques Helicobacter pametensis possède tous les caractères du genre Helicobacter1 tel qu’il est défini par Vandamme et al. (1991). Les souches de cette espèce se présentent comme des bacilles à Gram négatif, non sporulés, de 0,4 µm de diamètre sur 1,5 µm de longueur, de forme incurvée, aux extrémités arrondies et très mobiles dans les cultures jeunes (un ou deux jours). Dans les cultures âgées, les bacilles donnent des formes coccoïdes et ces dernières dominent dans les cultures âgées de plus de trois jours. En microscopie électronique, 90 p. cent des bactéries possèdent, à chacune des extrémités de la cellule, un flagelle situé en position subterminale mais, 10 p. cent des cellules possèdent également un troisième flagelle inséré à proximité d’un des deux flagelles subterminaux. Une réponse positive est obtenue pour les tests oxydase, catalase, réduction des nitrates, sensibilité à l'acide nalidixique (zone d'inhibition inférieure à 20 mm avec un disque chargé à 30 µg), sensibilité à la céfalotine (zone d'inhibition inférieure à 20 mm avec un disque chargé à 30 µg) et croissance en présence de 1 p. cent de glycine. Une réponse négative est notée pour les tests uréase (lecture effectué après 4 heures d'incubation à 37 °C sur une gélose de Christensen), production d'hydrogène sulfuré (milieu TSI), hydrolyse de l'hippurate, hydrolyse de l'acétate d'indoxyl, hydrolyse de l'acide L-gamma-glutamique-4-méthoxy-bêta-naphtylamide (Sigma) ou croissance en présence de 3,5 p. cent de NaCl. En utilisant une galerie An-Ident (Analytab Products, Plainview, New York) les souches produisent une phosphatase alcaline et elles hydrolysent l'arginine-bêta-naphthylamide. Aucune activité peptidasique n'est observée vis-à-vis de la leucine-bêta-naphtylamide, de la proline-bêta-naphtylamide, de la pyroglutamate-bêta-naphtylamide, de la tyrosine-bêta-naphtylamide, de la phénylalanine-bêta-naphtylamide et de la glycine-bêta-naphtylamide. La réponse aux tests alanine-bêta-naphtylamide et histidine-bêta-naphtylamide est le plus souvent négative. La croissance est obtenue sur des géloses trypticase soja contenant 5 p. cent de sang de mouton et incubées à 37 ou à 42 °C dans une atmosphère micro-aérophile. Le germe cultive faiblement en anaérobiose mais aucune culture n’est obtenue en aérobiose ou après incubation à 25 °C. Sur gélose trypticase soja au sang de mouton, la croissance se traduit généralement par la formation d'un film. Habitat et pouvoir pathogène Helicobacter pametensis est susceptible de coloniser plusieurs espèces de vertébrés et, outre les oiseaux et le porc, une souche de Helicobacter pametensis a été caractérisée chez un chat. La survie dans le milieu extérieur serait faible et, expérimentalement, le germe ne peut plus être isolé d'échantillons d'eau douce ou d'eau saumâtre, conservés à 4 °C ou à 25 °C durant une semaine. Toutefois, il convient de remarquer que l'absence d'isolement ne signifie pas obligatoirement une perte totale du pouvoir infectieux et il n'est pas impossible que Helicobacter pametensis puisse survivre sous une forme viable mais non cultivable, éventuellement susceptible de redonner des formes normales après ingestion. Le pouvoir pathogène de cette bactérie est inconnu. Sa transmission à l’homme ne peut être exclue. Diagnostic bactériologique Les souches de Helicobacter pametensis ont été isolées de fèces fraîchement ensemencées sur gélose CVA* ou Campy-5**, incubées durant deux à quatre jours à 42 °C dans une atmosphère micro-aérophile. Comme c’est le cas pour de nombreuses espèces des genres Arcobacter, Campylobacter et Helicobacter, l’identification phénotypique est difficile. Helicobacter pametensis présente de nombreux caractères communs avec Helicobacter sp. Bird-B, Helicobacter sp. Bird-C, Campylobacter coli, Campylobacter jejuni subsp. jejuni et Campylobacter lari. Toutes ces bactéries sont oxydase positive, catalase positive, nitrate réductase positive, elles cultivent à 42 °C, elles cultivent en présence de 1 p. cent de glycine, elles ne produisent pas d'hydrogène sulfuré et elles ne cultivent ni à 25 °C ni en présence de 3,5 p. cent de NaCl. La sensibilité à la céfalotine permet cependant de distinguer Helicobacter pametensis des cinq autres espèces ou sous-espèces. Pour Dewhirst et al. l’identification devrait être confirmée par la réalisation de l’électrophorétype des protéines. Quelques caractères permettant de différencier Helicobacter pametensis des autres hélicobactéries figurent dans le tableau I. Orientation bibliographique COSTAS (M.), ON (S.L.W.), OWEN (R.J.), LOPEZ-URQUIJO (B.) et LASTOVICA (A.J.) : Differentiation of Helicobacter species by numerical analysis of their one-dimensional electrophoretic patterns. System. Appl. Microbiol. 1993, 16, 396-404. DEWHIRST (F.E.), SEYMOU (C.), FRASER (G.J.), PASTER (B.J.) et FOX (J.G.) : Phylogeny of Helicobacter isolates from birds and swine feces and description of Helicobacter pametensis sp. nov. Int. J. Syst. Bacteriol., 1994, 44, 553-560. NEIGER (R.), DIETERICH (C.), BURNENS (A.), WALDVOGEL (A.), CORTHÉSY-THEULAZ (I.), HALTER (F.), LAUTERBURG (B.) et SCHMASSMANN (A.) : Detection and prevalence of Helicobacter infection in pet cats. J. Clin. Microbiol., 1998, 36, 634-637. PASTER (B.J.), DEWHIRST (F.E.), SEYMOUR (C.), FRASER (G.J.) et FOX (J.G.) : Helicobacter species isolated from birds and swine feces. Microbiol. Ecol. Health Dis., 1991, 4 (special issue), S107-S108. SEYMOUR (C.), LEWIS (R.G.), KIM (M.), GAGNON (D.F.), FOX (J.G.), DEWHIRST (F.E.) et PASTER (B.J.) : Isolation of Helicobacter strains from wild bird and swine feces. Appl. Environ. Microbiol., 1994, 60, 1025-1028. VANDAMME (P.), FALSEN (E.), ROSSAU (R.), HOSTE (B.), SEGERS (P.), TYTGAT (R.) et DE LEY (J.) : Revision of Campylobacter, Helicobacter, and Wolinella taxonomy : emendation of generic descriptions and proposal of Arcobacter gen. nov. Int. J. Syst. Bacteriol., 1991, 41, 88-103. 1 : Caractères généraux du genre Helicobacter (D'après : VANDAMME (P.), FALSEN (E.), ROSSAU (R.), HOSTE (B.), SEGERS (P.), TYTGAT (R.) et DE LEY (J.) : Revision of Campylobacter, Helicobacter, and Wolinella taxonomy : emendation of generic descriptions and proposal of Arcobacter gen. nov. Int. J. Syst. Bacteriol., 1991, 41, 88-103.) Bacilles à Gram négatif, non sporulés, non ramifiés, de forme droite ou incurvée ou spiralée, aux extrémités arrondies, mesurant 0,3 à 1,0 µm de diamètre sur 1,5 à 5 µm de longueur. Dans les vieilles cultures des formes arrondies ou coccoïdes sont généralement observées. Mobiles grâce à un unique flagelle polaire ou à un flagelle présent à chacun des pôles de la cellule ou à plusieurs flagelles polaires. Les flagelles sont entourés d'une gaine sauf pour Helicobacter mesocricetorum, Helicobacter pullorum, Helicobacter rodentium et Helicobacter sp. souche Eaton 94-536. Le type respiratoire est micro-aérophile et le métabolisme est aérobie. Ce sont des bactéries chimio-organotrophes, inactives sur les sucres (ni oxydation ni fermentation), utilisant les acides aminés ou les intermédiaires du cycle de Krebs comme source d'énergie. La croissance est optimale après une incubation effectuée à 37 °C dans une atmosphère humide et micro-aérophile. La présence d'hydrogène est nécessaire ou stimule la croissance. Aucune culture n'est observée après incubation à 25 °C ou en présence de 3,5 p. cent de NaCl. En revanche, la croissance n'est pas inhibée par 0,5 p. cent de glycine ou 0,04 p. cent de chlorure de triphényltétrazolium. Les colonies sont non pigmentées. Un caractère positif est observé pour les tests oxydase et catalase (à l'exception de Helicobacter canis et de quelques souches de Helicobacter pullorum). La réponse est négative pour les tests production d'hydrogène sulfuré en milieu TSI et hydrolyse de l'hippurate. La sensibilité à l'acide nalidixique et à la céfalotine est variable selon les espèces. Une sensibilité vis-à-vis de l'ampicilline, de la gentamicine, de la rifampicine et de la tétracycline est très généralement observée. En revanche, les souches résistent au triméthoprime. Retour * : Gélose CVA (Céfopérazone Vancomycine Amphotéricine). Composition pour un litre de milieu : Agar : 15,0 g Peptone de caséine : 10,0 g Peptone de viande : 10,0 g NaCl : 5,0 g Autolysat de levure : 2,0 g Glucose : 1,0 g NaHSO3 : 0,1 g Sang défibriné de mouton : 50,0 mL Solution CVA (pour 10 mL : céfopérazone : 20,0 mg ; vancomycine : 10,0 mg ; amphotéricine B : 2,0 mg) : 10,0 mL Retour ** : Gélose Campy-5. Composition pour un litre de milieu : Agar : 15,0 g Digestion pancréatique de caséine : 10,0 g Digestion peptique de tissus animaux : 10,0 g NaCl : 5,0 g Extraits de levure : 2,0 g Glucose : 1,0 g NaHSO3 : 0,1 g Sang défibriné de mouton : 100,0 mL Solution d'antibiotiques (pour 10 mL : céfalotine : 0,015 g ; vancomycine : 0,01 g ; triméthoprime : 5,0 mg ; amphotéricine B : 2,0 mg ; polymyxine B : 2500 U) : 10, 0 mL Retour