Pasteurella trehalosi

Autre dénomination : Pasteurella haemolytica (souches du biovar T). Systématique En 1932, Newsom et Cross créent l'espèce Pasteurella haemolytica pour des souches de pasteurelles isolées des bovins et des ovins. Au sein de cette espèce, Smith propose de reconnaître 2 biovars : le biovar A pour les souches fermentant l'arabinose mais pas le tréhalose et le biovar T pour les souches fermentant le tréhalose mais pas l'arabinose. Les souches des biovars A et T se différencient également par d'autres caractères (voir tableau I). La fermentation de l'arabinose n'est pas un bon critère pour distinguer les souches des biovars A et T car certaines souches, phénotypiquement très semblables aux souches du biovar A, ne fermentent pas l'arabinose quelles que soient les techniques mises en œuvre. C'est le cas, en particulier, de la souche type (la souche NCTC 9380) de Pasteurella haemolytica. Ultérieurement, Frederiksen propose un troisième biovar (connu sous le nom de 3ème taxon de Frederiksen) pour des souches qui n'appartiennent ni au biovar A ni au biovar T (voir tableau I). En 1985, Sneath et Stevens procèdent à une étude de taxonomie numérique (155 caractères étudiés) concernant plus de 250 souches des genres Actinobacillus, Pasteurella et Yersinia. Ces auteurs montrent que les souches de Pasteurella haemolytica des biovars A et T sont distinctes (les souches du biovar A forment le phénon 7 et les souches du biovar T, le phénon 9) et ils suggèrent qu'elles puissent appartenir à 2 espèces, voire à 2 genres différents. En 1986, Bisgaard et al. soumettent à une analyse phénotypique (environ 80 caractères étudiés) des souches d'origine ovine et bovine et décrivent 12 biogroupes. La distinction entre ces biogroupes repose principalement sur les tests ornithine décarboxylase, fermentation du tréhalose, du L-arabinose, du D-sorbitol, de l'esculine, de l'amygdaline, de l'arbutine, du cellobiose, du gentiobiose et de la salicine (voir tableau II). Les souches du biovar A se répartissent entre les biogroupes 1, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12. Les souches du biovar T forment les biogroupes 2 et 4. Les souches des biogroupes 3 et 5 correspondent au 3ème taxon de Frederiksen. L'utilisation d'un test d'hémagglutination passive, développé par Biberstein et al., permet de définir 17 sérovars au sein du complexe Pasteurella haemolytica. Il existe une corrélation entre les biovars et les sérovars : les sérovars 1, 2, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12, 13, 14, 16 et 17 appartiennent au biovar A, les sérovars 3, 4, 10 et 15 appartiennent au biovar T et le sérovar 11 au 3ème taxon de Frederiksen. Sur la base des résultats d'hybridation ADN - ADN, Mutters et al. (1985) excluent Pasteurella haemolytica du genre Pasteurella sensu stricto et rapprochent cette espèce des Actinobacillus sp. Les souches du biovar A, les souches du 3ème taxon de Frederiksen ainsi que des souches apparentées au biovar A seront placées dans le genre Mannheimia par Angen et al. 1999. Les souches du biovar T présentent moins de 35 p. cent d'homologie ADN - ADN avec les espèces du genre Pasteurella sensu stricto. Des études d'hybridation ARNr - ADN ainsi que la détermination de la séquence des ARNr 16S confirment que le biovar T doit être exclu du genre Pasteurella sensu stricto. Toutefois, en 1990, ces souches ont été renommées Pasteurella trehalosi. Il est probable que cette nomenclature sera prochainement révisée. Caractères bactériologiques Les souches de Pasteurella trehalosi sont constituées de bacilles ou de coccobacilles à Gram négatif, immobiles, non sporulés, mésophiles, aéro-anaérobies, à métabolisme fermentatif, fermentant le glucose sans production de gaz, oxydase et nitrate réductase positives. Pasteurella trehalosi présente la particularité d'être catalase négative ou faiblement positive. Les principaux caractères biochimiques ainsi que les caractères permettant de distinguer Pasteurella trehalosi des autres espèces du genre Pasteurella sensu lato* figurent dans le tableau III. Sur gélose au sang de mouton, incubée 48 heures à 37 °C et en aérobiose, les colonies sont grisâtres, légèrement transparentes et leur diamètre est d'environ 2,5 mm. Environ 80 à 89 p. cent des souches sont bêta-hémolytiques et, souvent, la zone d'hémolyse apparaît double. Quelques souches donnent des colonies entourées d'une zone verdâtre. Habitat, pouvoir pathogène et facteurs de pathogénicité Pasteurella trehalosi colonise les amygdales des moutons sains mais, elle est aussi responsable d'infections systémiques graves chez les jeunes ovins adultes (âgés de 5 à 12 mois) et, parfois, de pneumonies. Sous l’influence un stress tel qu'un transport, un changement de régime alimentaire (passage d'une alimentation pauvre à une alimentation plus riche), le froid ou l'humidité, le germe se multiplie et envahit les tissus adjacents des voies digestives (pharynx, œsophage, abomasum). Quelques bactéries pénètrent dans le sang et se localisent dans les poumons, le foie et la rate. Dans ces localisations secondaires, Pasteurella trehalosi se multiplie rapidement et provoque la mort par choc endotoxinique en 6 à 8 heures. La pasteurellose à Pasteurella trehalosi est plus rare que la mannheimiose à Mannheimia (Pasteurella) haemolytica. Au Royaume Uni, les infections sont plus fréquentes en automne et le sérovar le plus souvent en cause est le sérovar 10 suivi des sérovars 15, 4 et 3. Compte tenu de l'évolution très rapide, les signes cliniques sont rarement observés. Ils débutent par un abattement, une anorexie, une répugnance au déplacement et de la fièvre. Ultérieurement, les animaux se couchent, ils présentent une prostration intense, une dyspnée et un liquide mousseux s'écoule de la bouche. La maladie est parfois appelée la pasteurellose septicémique (septicaemic pasteurellosis) mais il s'agit plus d'une maladie systémique que d'une véritable septicémie. En effet, les bactéries sont isolées en grand nombre des poumons, des amygdales, de la rate, des lésions œsophagiennes et hépatiques alors qu'elles sont présentes en nombre plus faible dans le sang. A l'autopsie, on note un écoulement nasal mousseux et teinté de sang, de petites hémorragies sous-cutanées ou musculaires, des hémorragies importantes de la plèvre, du péricarde, de l’endocarde et du péritoine, une congestion de la trachée et des bronches qui contiennent un liquide mousseux et hémorragique, une congestion pulmonaire, la présence de suffusions de 0,5 à 1 cm de diamètre sur le foie et les poumons, un exsudat sanguinolent dans la plèvre et le péritoine, la présence de taches hépatiques grisâtres évoquant une nécrose et une hypertrophie et un œdème des nœuds lymphatiques. Si l'évolution de la maladie est plus longue, il est possible d'observer des ulcères buccaux ainsi que des hémorragies et des ulcérations superficielles de la muqueuse pharyngée, de l'œsophage et de l’abomasum. Les facteurs de pathogénicité sont mal connus et ils sont considérés comme identiques à ceux de Mannheimia haemolytica (rappelons que Mannheimia haemolytica et Pasteurella trehalosi étaient considérées comme des biovars de Pasteurella haemolytica). Toutefois, la présence d'un système de captation du fer, d'une O-sialoglycoprotéine endopeptidase et d'une neuraminidase n'a pas été mise en évidence chez Pasteurella trehalosi. Pasteurella trehalosi synthétise une leucotoxine dont les activités biologiques sont comparables à celles de la leucotoxine de Mannheimia haemolytica. Sur le plan antigénique, ces 2 leucotoxines sont différentes car, un anticorps monoclonal dirigé contre la leucotoxine de Mannheimia haemolytica, ne neutralise pas celle de Pasteurella trehalosi.

La culture est effectuée sur des milieux riches comme une gélose Columbia ou une gélose tryptose enrichies de 5 p. cent de sang de bovin ou de mouton ou de 10 p. cent de sérum de cheval. L'incubation est effectuée sous atmosphère normale. Après 48 heures d'incubation, les colonies sont grisâtres, légèrement transparentes, leur diamètre est d'environ 2,5 mm et elles sont souvent entourées d'une zone d'hémolyse bêta. Le diagnostic sera orienté par les caractères morphologiques, le type respiratoire, l'absence de catalase, la présence d'une oxydase (papier imprégné juste avant usage d'une solution de tétraméthyl-paraphénylène-diamine préparée extemporanément), la réduction des nitrates et l'acidification du glucose. Le diagnostic de l'espèce sera ensuite assuré par la recherche des autres caractères biochimiques. L'utilisation de kits de diagnostic n'est pas bien adaptée au diagnostic de Pasteurella trehalosi car cette espèce n'est pas toujours répertoriée dans les bases de données des fabricants et les milieux utilisés ne permettent pas toujours la croissance des bactéries. C'est notamment le cas du système API 20 NE dont le milieu utilisé pour les tests d'assimilation n'assure pas la croissance de la majorité des souches appartenant à la famille des Pasteurellaceae. Dans ces conditions, seuls quelques caractères peuvent être étudiés et l'identification peut être erronée. La détermination du sérovar peut être utile notamment pour des études épidémiologiques. Le test d'hémagglutination passive est de réalisation lourde et Fodor et al. (1994) ont mis au point un test de co-agglutination donnant des résultats comparables au test de référence mais beaucoup plus rapide à réaliser (voir : ). Cette technique de co-agglutination permettrait même la mise en évidence de l'antigène directement au niveau d'un prélèvement et pourrait servir de test rapide d'orientation pour le diagnostic (voir : ). Sensibilité aux antibiotiques et prophylaxie La très grande majorité des souches est sensible à l'oxytétracycline, environ 50 p. cent d'entre elles résistent à l'ampicilline et à l'association sulfamide-triméthoprime et quelques-unes unes résistent à la streptomycine. Dans la pratique, l'utilisation d'antibiotiques a peu d'intérêt compte tenu de la rapidité d'évolution de l'infection. Les vaccins tués sont dénués d'efficacité mais les vaccins sous-unités seraient prometteurs. Adresse utile en médecine vétérinaire AFSSA : Laboratoire de Pathologie Bovine - 31, avenue Tony Garnier - 69342 Lyon. Orientation bibliographique Voir aussi le fichier Mannheimia. BIBERSTEIN (E.L.) et GILLS (M.G.) : The relation of the antigenic types to the A and T types of Pasteurella haemolytica. J. Comp. Pathol., 1962, 72, 316-320. BIBERSTEIN (E.L.), GILLS (M.G.) et KNIGHT (H.) : Serological types of Pasteurella haemolytica. Cornell Vet., 1960, 50, 283-300. BISGAARD (M.) et MUTTERS (R.) : Re-investigations of selected bovine and ovine strains previously classified as Pasteurella haemolytica and description of some new taxa within the Pasteurella haemolytica-complex. Acta. Path. Microbiol. Immunol. Scand. Sect. B, 1986, 94, 185-193. BISGAARD (M.), PHILLIPS (J.E.) et MANNHEIM (W.) : Characterization and identification of bovine and ovine Pasteurellaceae isolated from the oral cavity and rumen of apparently normal cattle and sheep. Acta. Path. Microbiol. Immunol. Scand. Sect. B, 1986, 94, 9-17. DAVIES (R.L.) et QUIRIE (M.) : Intra-specific diversity within Pasteurella trehalosi based on variation of capsular polysaccharide, lipopolysaccharide and outer-membrane proteins. Microbiology, 1996, 142, 551-560. 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Les espèces Pasteurella aerogenes, Pasteurella bettyae, Pasteurella lymphangitidis, Pasteurella mairii, Pasteurella pneumotropica, Pasteurella testudinis et Pasteurella trehalosi devraient être renommées. Pasteurella ureae a été transférée, en 1986, dans le genre Actinobacillus. Pasteurella haemolytica (biovar A) et Pasteurella granulomatis ont été transférées, en 1999, dans le genre Mannheimia. Retour Test de co-agglutination (d'après : FODOR (L.), PÉNZES (Z.) et VARGA (J.) : Coagglutination test for serotyping Pasteurella haemolytica. J. Clin. Microbiol., 1996, 34, 393-397.). 1) Sérotypage d'une souche Mettre en suspension dans de l'eau physiologique des bactéries cultivées sur gélose au sang. L'opacité doit être de 4 sur une échelle de MacFarland. Incuber 5 minutes à température ambiante. Centrifuger 15 minutes à 8000 g. Récupérer le surnageant et le porter à ébullition durant 10 minutes (l'utilisation d'un surnageant non chauffé donne de moins bons résultats). Les anticorps spécifiques sont préparés sur des lapins immunisés avec les souches de référence des différents sérovars puis fixés sur une souche de Staphylococcus aureus subsp. aureus productrice de protéine A. Placer sur une lame 50 µL de la solution antigénique et 50 µL d'une suspension de Staphylococcus aureus subsp. aureus revêtu d'anticorps. Agiter 2 minutes et lire les résultats. 2) Mise en évidence d'antigène dans un prélèvement Broyer au mortier environ 2 g de poumon dans 3 mL d'eau physiologique. Porter à ébullition durant 10 minutes. Centrifuger à 8000 g durant 15 minutes. Utiliser le surnageant pour réaliser le test. Retour