Vibrio harveyi

Autres dénominations : "Achromobacter harveyi", "Pseudomonas harveyi", "Photobacterium harveyi", Beneckea harveyi, Lucibacterium harveyi. Note : Les souches de l'espèce Vibrio carchariae sont actuellement assimilées à Vibrio harveyi. Systématique Vibrio harveyi a été isolé en 1936 d'un amphipode marin (Talorchestia sp.) par Johnson et Shunk et dénommé "Achromobacter harveyi". Cette bactérie est inscrite dans les "Approved Lists of Bacterial Names" sous les dénominations de Beneckea harveyi et de Lucibacterium harveyi (ces deux nomenclatures sont des synonymes objectifs). En 1980, Baumann et al. abolissent les genres Beneckea et Lucibacterium et transfèrent les diverses espèces dans le genre Vibrio (ces transferts ont été validés en 1981). Vibrio harveyi possède des caractères phénotypiques très proches de Vibrio carchariae et il est pratiquement impossible de différencier ces deux espèces. La nomenclature de Vibrio carchariae a été proposée en 1984 pour une souche de Vibrio sp. isolée d'un requin (Carcharhinus plumbeus) mort en captivité et elle a été validée en 1985. En 1998, Pedersen et al. montrent (étude des homologies ADN - ADN, polymorphisme de longueur des fragments d'ADN amplifiés (AFLP), analyse des ribotypes) que Vibrio carchariae est en fait un synonyme ultérieur de Vibrio harveyi si bien que la dénomination de Vibrio harveyi désigne également les souches préalablement connues sous le nom de Vibrio carchariae. Un résultat similaire mais non publié avait été précédemment obtenu par Hickman-Brenner et al. Caractères bactériologiques Vibrio harveyi est un bacille droit, à Gram négatif, mobile grâce à la présence d'une ciliature polaire (culture en milieu liquide) ou d'une ciliature polaire et péritriche (culture en milieu solide), pouvant parfois essaimer sur les milieux solides (environ 13 p. cent des souches), halophile, aéro-anaérobie, oxydase positive, catalase positive, nitrate réductase positive. Les caractères bactériologiques sont variables selon les auteurs et les techniques utilisées. Les résultats mentionnés ci-dessous sont ceux obtenus par Grimes et al. 1993 et Alsina et Blanch 1994. - Caractères positifs : croissance en présence de 3 et de 6 p. cent de NaCl, croissance à 20 °C, à 35 °C et à 42 °C, croissance à pH 10, LDC, ODC, indole, synthèse d'une amylase, d'une chitinase, d'une DNase et d'une gélatinase, hydrolyse des Tweens 20, 40, 60 et 80, acidification du glucose sans gaz, acidification du mannitol et du tréhalose, assimilation du cellobiose et du D-glucuronate. - Caractères négatifs : croissance en l'absence de NaCl, ADH, synthèse d'une élastase, acidification de l'arabinose et de l'inositol. - Caractères variables : croissance en présence de 8 et de 10 p. cent de NaCl, croissance à 4 °C, sensibilité au composé vibriostatique O/129 (environ 88 p. cent des souches sont sensibles à une concentration de 150 mg/mL), bioluminescence (plus de 90 p. cent des souches donnent un résultat négatif), ONPG, VP, H2S, production d'une alginase, d'une lécithinase et d'une uréase, dégradation de la tyrosine, acidification de l'arbutine, du cellobiose, du mannitol, du mannose, de la salicine, du sorbitol et du saccharose, assimilation du gamma-aminobutyrate, de la L-citrulline, de l'éthanol, du D-gluconate, de la L-leucine, de la putrescine, du saccharose, de l'urée et du D-xylose. La culture doit être réalisée sur des milieux additionnés de NaCl (en général à la concentration de 1 ou de 2 p. cent). Vibrio harveyi cultive facilement sur gélose trypticase soja et même sur de simples géloses nutritives. Les colonies obtenues après une incubation de 24 heures à la température du laboratoire sont lisses, convexes, circulaires, généralement à contour régulier et d'un diamètre d'environ 2 à 5 mm. Les boîtes placées à l'obscurité peuvent présenter le phénomène de luminescence. Sur gélose TCBS* (Thiosulfate Citrate Bile salt Sucrose), les colonies sont vertes ou jaunes selon la capacité du germe à acidifier le saccharose. Un milieu sélectif a été mis au point pour l'isolement de Vibrio harveyi. Ce milieu, appelé VHA (Vibrio harveyi agar)**, se caractérise par un pH de 9, par une forte concentration en NaCl (30 g/L) et par la présence d'ornithine et de cellobiose. La décarboxylation de l'ornithine alcalinise le milieu qui contient des indicateurs de pH (bleu de thymol et bleu de bromothymol) alors que l'acidification du cellobiose abaisse le pH. Après 48 heures d'incubation à 28 °C, les colonies de Vibrio harveyi ont un diamètre de 2 à 5 mm, elles sont le plus souvent à contour régulier et leur couleur est soit bleue (souches cellobiose négative) ou légèrement verte avec un centre vert foncé et parfois entourées d'un halo jaune (souches cellobiose positive). Habitat et pouvoir pathogène L'habitat de Vibrio harveyi est constitué par les eaux de mer chaudes, les sédiments marins ainsi que par le tube digestif des animaux marins (vertébrés et invertébrés). Des infections dues à Vibrio harveyi ont été décrites principalement chez les requins et les crevettes. Plus rarement, des infections ont été décrites chez l'huître perlière (Pinctada maxima), chez le snook olive ou perche de cristal (Centropomus unidecimalis) et chez des poissons d'élevage. Une souche a été isolée en Floride d'une plaie infectée chez un homme mordu à la jambe par un requin. Des souches de Vibrio harveyi ont été isolées de requins (Carcharhinus plumbeus, Negaprion brevirostris) élevés en captivité. Cliniquement, les animaux présentent un état de léthargie, une anorexie, une perte du sens de l'orientation et l'infection s'avère létale. A l'autopsie, on note la présence de lésions de nécrose des reins ainsi que la présence de kystes sous-cutanés contenant un liquide brunâtre. L'examen histologique révèle des lésions de vasculite dans les reins, la rate, le foie et le pancréas, des lésions de méningite et d'encéphalite ainsi que des lésions de nécrose dans les muscles et le tissu conjonctif entourant les kystes. Expérimentalement, l'injection intrapéritonéale du germe (4 X 106 cellules) provoque la mort de l'aiguillat (Squalus acanthias) en 18 heures alors que le requin (Negaprion brevirostris) est plus résistant (l'apparition de lésions nécessite l'injection intrapéritonéale de 5 X 107 cellules). In vitro, une souche de Vibrio harveyi isolée d'un requin brun de l'Atlantique (Carcharhinus plumbeus) se révèle faiblement toxique pour des cellules de lignée (cellules murines Y1). Bertone et al. ont décrit une forme clinique différente se traduisant par un ulcère cutané chronique observé chez un requin (Carcharhinus plumbeus) élevé en captivité en Italie. Vibrio harveyi est à l'origine de pertes importantes dans les élevages de crevettes. La mortalité touche les larves et les stades post-larvaires. L'infection se traduit par une anorexie, un retard de croissance, et un ralentissement de la nage. Les animaux deviennent opaques, éventuellement luminescents (d'où le nom de "luminescent bacterial disease" parfois donné à la maladie) et ils présentent une dégénérescence tissulaire de l'hépatopancréas. De telles infections ont été décrites en Australie, en Équateur, en Inde, en Indonésie, aux Philippines, à Taiwan et en Thaïlande chez différentes espèces de crevettes (Penaeus japonicus, Penaeus monodon et Penaeus vannamei). Les bactéries isolées des crevettes mortes se révèlent virulentes et sont aptes à reproduire la maladie à des doses variant, selon les souches, de 102 à 105 bactéries par mL d'eau de mer. En revanche, les souches isolées de l'environnement ne sont pas pathogènes à la dose de 106 cellules par mL. Pour Pizzutto et Hirst, les souches pathogènes auraient acquis des facteurs de virulence codés par des plasmides ou des transposons. La synthèse de peptides permettant l'attachement à la chitine, de protéases, de phospholipases, d'hémolysines ou d'autres exotoxines pourrait jouer un rôle dans le pouvoir pathogène. En revanche, la synthèse de chitinase ne semble pas avoir une importance cruciale. Quelques épizooties de vibriose à Vibrio harveyi ont été décrites chez des mérous d'élevage (notamment chez Epinephelus coioides et, peut être, chez Epinephelus malabaricus). Les poissons présentent une gastro-entérite et le taux de mortalité est élevé. La maladie peut être reproduite par voie intrapéritonéale et la DL50 a été évaluée à 2,53 X 107 UFC/g. Orientation bibliographique ALSINA (M.) et BLANCH (A.R.) : A set of keys for biochemical identification of environmental Vibrio species. J. Appl. Bacteriol. 1994, 76, 79-85. BERTONE (S.), GILI (G.), MOIZO (A.) et CALGARI (L.) : Vibrio carchariae associated with a chronic skin ulcer on a shark, Carcharhinus plumbeus (Nardo). J. Fish Dis., 1996, 19, 429-434. 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Retour ** : Milieu VHA D-cellobiose : 2 g L-ornithine : 2 g NaCl : 30 g Tris[hydroxyméthyl]aminoéthane : 1,21 g Agar : 20 g K2HPO4 : 0,075 g Bleu de thymol : 0,04 g Bleu de bromothymol : 0,04 g Bacto peptone : 0,1 g Extraits de levure : 0,1 g Eau distillée : 1000 mL Porter à ébullition jusqu'à dissolution complète de l'agar. Refroidir à 56 °C et ajuster le pH à 9,0 avec de la soude 1 M. Couler en boîte de Pétri. Le milieu a une couleur bleue azur. Ne pas autoclaver. Retour