Burkholderia mallei

Autres dénominations : "Bacillus mallei", "Pfeifferella mallei", "Malleomyces mallei", "Actinobacillus mallei", "Loefferella mallei", "Acinetobacter mallei", Pseudomonas mallei. Nom vernaculaire : Bacille de la morve. Systématique Le bacille de la morve, a été décrit par Zopf en 1885 et dénommé "Bacillus mallei". Cette bactérie a été transférée en 1966 dans le genre Pseudomonas par Redfearn et al. sur la base de ses caractères nutritionnels et biochimique. En 1980, la nomenclature de Pseudomonas mallei a été incluse dans les "Approved Lists of Bacterial Names". Le genre Pseudomonas qui regroupait pratiquement tous les bacilles droits à Gram négatif, mobiles (ciliature polaire) ou immobiles, à métabolisme strictement oxydatif, était très hétérogène et il a subi de nombreux remaniements au cours de ces dernières années. En 1973, Palleroni et al., au vu des résultats de l’hybridation ARNr - ADN, divisent le genre Pseudomonas en 5 groupes d’homologie. Le groupe II renferme 7 espèces dont Pseudomonas mallei. En 1992, Yabuuchi et al., en se basant sur la séquence des ARNr 16S, sur les homologies ADN - ADN, sur la composition des lipides et des acides gras et sur les caractères phénotypiques transfèrent les espèces du groupe d'homologie II dont Pseudomonas mallei, dans le nouveau genre Burkholderia. Burkholderia mallei est très proche de Burkholderia pseudomallei et de Burkholderia thailandensis. Caractères bactériologiques Burkholderia mallei est un bacille à Gram négatif, droit, de 0,5 mm de diamètre sur 1,5 à 4 mm de longueur, non sporulé, pouvant être capsulé (notamment en primoculture), immobile et dépourvu de flagelle, aérobie stricte, catalase et nitrate réductase positives, oxydase généralement positive, à métabolisme oxydatif. D’autres caractères figurent dans le tableau I. La croissance de Burkholderia mallei est plus lente que celle de Burkholderia pseudomallei ou de Burkholderia thailandensis et elle peut être accélérée par la présence de glycérol, d’œuf ou de bouillon de pomme de terre. Sur gélose au sang, incubée à 37 °C, les colonies obtenues après 48 heures d’incubation sont rondes, translucides et d’un diamètre de 1 à 2 mm. En prolongeant la durée de l’incubation, les colonies grossissent, elles deviennent opaques et présentent un centre brunâtre. Lorsque la souche est capsulée, les colonies ont un aspect blanchâtre et visqueux. Sur milieu de Dorset, les colonies sont d’abord de teinte ivoire, par la suite elles brunissent et, en 5 à 6 jours, elles montrent une coloration café au lait ou chocolat. En bouillon, la culture se traduit en 24 heures par un trouble puis on observe un dépôt et un voile mince en surface. Habitat et pouvoir pathogène Burkholderia mallei est un parasite strict responsable de la morve des équidés qui peut occasionnellement se transmettre aux carnivores et à l’homme chez qui elle est responsable d’une maladie grave. La morve des équidés est inscrite sur la liste B de l'OIE (maladies de la liste B de l'Office International des Epizooties) et, en France, c'est une maladie réputée contagieuse donnant lieu à déclaration et à l'application de mesures sanitaires (Article 224 du Code Rural). La morve avait autrefois une répartition mondiale. Actuellement, grâce aux moyens de lutte mis en place, la morve a disparu de France et très certainement de tous les autres pays d’Europe de l’Ouest. Seuls l’Irak et la Turquie déclarent des cas de morve mais on ne peut exclure sa présence dans d’autres pays notamment au Moyen-Orient, en Europe de l’Est, en Asie et en Afrique. Après une incubation de 2 à 4 semaines, la morve des équidés se manifeste, sous deux formes principales : la morve nasale et la morve cutanée ou farcin. La morve nasale se traduit par des ulcères de la muqueuse pituitaire dont la présence provoque un jetage d’abord muqueux puis mucopurulent et qui s’accompagne d’une adénite des nœuds lymphatiques de l’auge. Ultérieurement, des abcès se développent dans la trachée, les bronches et les poumons et leur évolution s’accompagne de toux et de dyspnée. La morve cutanée provoque la formation de nodules et d’abcès sous-cutanés de 0,5 à 2,5 cm de diamètre puis d’ulcères, siégeant sur différentes parties du corps, ne cicatrisant pas et laissant écouler tardivement un pus huileux. L’évolution des nodules s’accompagne d’une adénite et d’une lymphangite. Les signes locaux de la morve s’accompagnent, généralement, d’un mauvais état général et de poussées fébriles. Dans les formes chroniques, fréquentes chez le cheval, l’évolution dure des mois voire des années alors que, dans les formes aiguës, fréquentes chez l’âne et la mule, la mort survient en quelques jours ou quelques semaines. Il existe également des formes occultes mais contagieuses qui représentent des sources de contamination particulièrement dangereuses. Le chien et le chat sont exceptionnellement contaminés par voie digestive ou par l’intermédiaire d’une plaie. L’infection conduit à une bactériémie et à une localisation secondaire dans les nœuds lymphatiques et dans les voies respiratoires avec développement de lésions nodulaires pouvant évoquer la tuberculose. Chez l’homme, la maladie s’observe chez les personnes en contact avec les équidés (la contamination se fait à la faveur d’une plaie ou par projection de matériel virulent sur la conjonctive), chez des personnes ingérant de la viande d’animaux atteints de morve ou chez le personnel de laboratoire manipulant des cultures. Après une période d’incubation de 10 jours à 1 mois, la morve de l’homme se manifeste, comme chez les équidés, par une forme cutanée ou nasale. L’état général est d’abord peu altéré puis il s’aggrave progressivement : asthénie, poussées fébriles, amaigrissement. L’évolution est lente mais, en l’absence de traitement, elle est généralement mortelle dans un délai de 3 semaines à 3 ans. Dans les formes aiguës, le taux de mortalité est estimé à 95 p. cent. Diagnostic bactériologique L'arrêté du 18 juillet 1994 classe Burkholderia mallei au sein du groupe des germes présentant un niveau de risque 3 et la manipulation des prélèvements et des cultures doit s’effectuer obligatoirement dans un laboratoire de type 3. Le prélèvement est effectué sur des lésions récentes et si possibles non surinfectées. L’examen bactérioscopique (frottis coloré par la technique de Gram) permet la mise en évidence de bacilles à Gram négatif qui ne sont jamais présents en grand nombre et qui ne sont pas visibles à partir de lésions anciennes. L’ensemencement est réalisé sur des milieux d’utilisation courante ou mieux sur gélose enrichie de 4 p. cent de glycérine ou sur milieu de Dorset. Lorsque les prélèvements sont contaminés, il est possible de leur faire subir un pré-traitement en présence de pénicilline G (1000 UI/mL pendant 3 heures à 37 °C) ou de recourir à des milieux sélectifs (gélose nutritive contenant, pour 100 mL, 1000 unités de colistine, 250 unités de bacitracine, 0,25 mg d’actidione, 4 p. cent de glycérine, 10 p. cent de sérum de cheval et 0,1 p. cent de sang de mouton hémolysé). L’identification sera basée sur les caractères culturaux et sur les caractères bactériologiques donnés dans le tableau I. L’inoculation par voie intrapéritonéale au cobaye mâle provoque une orchite purulente (signe de Strauss) et le germe est isolé du sang, des testicules et de divers organes tels que le poumon. Le recours à l’animal de laboratoire augmente les risques de contamination, n’apparaît pas indispensable au diagnostic et provoque une souffrance à laquelle un biologiste ne peut rester insensible. Une technique de PCR, décrite en 1998, permet une identification spécifique de Burkholderia mallei et, outre sa rapidité, elle permet de diminuer les risques de contamination du personnel. Diagnostic immunologique Les techniques d’agglutination ou de précipitation donnent de mauvais résultats et la seule technique sérologique utilisable en pratique est la fixation du complément. La fixation du complément, seule technique de dépistage officiel aux USA, est capable de détecter des anticorps dès la première semaine suivant l’infection mais elle a l’inconvénient d’être positive lors de mélioïdose. D'autres techniques sérologiques (ELISA, western blott) sont à l'étude aux USA. En fait, la technique immunologique donnant les meilleurs résultats et dont l’utilisation systématique a permis d’éliminer la morve de la plupart des pays, est la recherche de l’immunité à médiation cellulaire par intradermoréaction (malléination). Les premières malléines utilisées étaient obtenues par filtration d'un bouillon de culture à base de glycérol. Actuellement, la malléine est obtenue par précipitation d'un bouillon de culture synthétique par l'acide trichloracétique. Cette malléine PPD (Purified Protein Derivative) est un mélange de deux fractions protéiques dont seule la fraction 1 (poids moléculaire supérieur à 350 000) constitue le principe actif. La malléine PPD, disponible sur le marché, est injectée à la dose de 0,1 ml dans le derme de la paupière inférieure. Une réaction positive se traduit en 24 - 48 heures par un œdème important accompagné d’une conjonctivite mucopurulente et, le plus souvent, d’un accès fébrile et d’une réaction lymphatique. La malléination est une méthode de diagnostic peu onéreuse, précoce (15 jours après l’infection) mais, elle interfère avec un éventuel diagnostic sérologique (anticorps détectables en fixation du complément durant 3 à 4 semaines voirte même plus longtemps chez certains animaux) et elle peut être négative dans les formes cliniques avancées ou dans les cas de morve aiguë. Sensibilité aux antibiotiques Burkholderia mallei est sensible aux sulfamides, à l’association triméthoprime - sulfaméthoxazole, à la tétracycline, à la kanamycine, à la gentamicine ou à la streptomycine et la plupart des souches est sensible au chloramphénicol et à la rifampicine. En revanche, le germe est résistant à la pénicilline G, à l’ampicilline, à la céfalotine et à la colistine. Prophylaxie En France, la morve des équidés est une maladie réputée contagieuse. La prophylaxie repose sur le dépistage par malléination des animaux infectés suivi de leur élimination (le traitement est interdit). Les équidés importés font également l’objet d’un dépistage par malléination. Orientation bibliographique AL-IZZI (S.A.) et AL-BASSAM (L.S.) : 1989. In vitro susceptibility of Pseudomonas mallei to antimicrobial agents. Comp. Immun. Microbiol. Infect. Dis., 1989, 12, 5-8. BAUERNFEIND (A.), ROLLER (C.), MEYER (D.), JUNGWIRTH (R.) et SCHNEIDER (I.) : Molecular procedure for rapid detection of Burkholderia mallei and Burkholderia pseudomallei. J. Clin. Microbiol., 1998, 36, 2737-2741. BRETT (P.J.), DESHAZER (D.), and WOODS (D.E.): Burkholderia thailandensis sp. nov., a Burkholderia pseudomallei-like species. Int. J. Syst. Bacteriol., 1998, 48, 317-320. GREENE (C.E.) : Glanders. In : Infectious diseases of the dog and cat. (Greene CE, ed), W.B. Saunders Company, 1990, 554. 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