Helicobacter aurati

Systématique Les Helicobacter du hamster (Mesocricetus auratus) sont moins étudiés que les hélicobactéries du rat et de la souris, mais on connaît au moins quatre espèces du genre Helicobacter capables d'infecter cette espèce animale. En effet, après Helicobacter cinaedi, Helicobacter cholecystus et Helicobacter mesocricetorum la nomenclature de Helicobacter aurati a été validement publiée en janvier 2002. Les souches de cette espèce ont été isolées lors d'examens bactériologiques cherchant à identifier l'origine de la mortalité observée dans des animaleries de laboratoire. Lors de cette étude, plusieurs souches de Helicobacter sp. ont été isolées de l'estomac et des caecums de hamsters âgés de 7 à 12 mois et provenant soit d'animaleries de laboratoire ayant connu des problèmes de mortalité soit, à titre de comparaison, d'animaleries de production. L'analyse des séquences des ARNr 16S révèle une parenté phylogénétique avec Helicobacter muridarum et Helicobacter hepaticus, mais les pourcentages d'homologie n'excèdent pas 96, 5 p. cent. Les caractères phénotypiques permettant une identification, Patterson et al. proposent la création d'une nouvelle espèce, Helicobacter aurati, dont la nomenclature figure sur la liste de validation n° 84. Il convient de remarquer que l'individualisation de cette espèce repose uniquement sur la séquence des ADNr 16S. Or, comme le rappelle Vandamme et al. (2000), seules les hybridations ADN - ADN (ou l'analyse électrophorétique des protéines qui donne des résultats équivalents) permettent de définir de nouvelles espèces au sein du genre Helicobacter. Caractères bactériologiques Helicobacter aurati présente les caractères généraux du genre Helicobacter* tels qu'ils sont définis par Vandamme et al. (1991). Les souches de Helicobacter aurati se présentent sous la forme de bactéries à Gram négatif, fusiformes, de 0,6 µm de diamètre sur 4 à 8 µm de longueur, pouvant donner des formes coccoïdes dans les cultures âgées, non sporulées, mobiles grâce à la présence (à chacune des extrémités de la cellule) de 7 à 10 flagelles entourés d'une gaine, pourvues de fibres périplasmiques, catalase positive, nitrate réductase négative, phosphatase alcaline négative, uréase positive, hydrolysant l'indoxyl acétate, gamma-glutamyl transférase positive, résistantes à la céfalotine et sensibles à l'acide nalidixique. La croissance nécessite une atmosphère micro-aérophile et elle se traduit par la présence d'un film. Le germe cultive à 37 °C et à 42 °C mais, aucune culture n'est obtenue en anaérobiose ou à 25 °C ou en présence de 1 p. cent de glycine ou en présence de 1,5 p. cent de NaCl. Lors de l'isolement sur des milieux sélectifs (milieux CVA** ou TVP**), la croissance nécessite 3 à 14 jours d'incubation. Après repiquage sur gélose trypticase soja au sang de mouton, incubée à 37 °C, la culture est visible en 48 heures. La croissance est également obtenue en 48-72 heures, à 37 °C, dans un bouillon Brucella additionné de 5 p. cent de sérum de veau fœtal. Quelques caractères permettant de différencier Helicobacter aurati des autres espèces du genre Helicobacter sont donnés dans le tableau I. Habitat et pouvoir pathogène Les souches de Helicobacter aurati ont été isolées de l'estomac et des caecums de hamsters cliniquement sains. L'isolement étant plus fréquent à partir des caecums, l'habitat principal de cette bactérie est certainement l'intestin. La colonisation de l'estomac pourrait résulter de la coprophagie et/ou d'une colonisation secondaire à partir de l'intestin, de manière similaire à ce qui est observé avec Helicobacter muridarum. Helicobacter aurati est la seule hélicobactérie du hamster capable de produire une uréase. Cette enzyme permet de produire de l'ammoniac qui va tamponner le microenvironnement et protéger la bactérie de l'acidité gastrique. À l'autopsie, aucune lésion stomacale n'est mise en évidence mais les examens anatomopathologiques révèlent fréquemment la présence de lésions de gastrite chronique. Ces lésions sont plus sévères dans la région antrale, près de la jonction pylore-duoénum et elles s'accompagnent de métaplasie intestinale. Le rôle exact de Helicobacter aurati dans l'établissement de ces lésions est mal connu car cette bactérie est généralement isolée en association avec une autre espèce du genre Helicobacter encore innomée, avec une campylobactérie semblant appartenir à une nouvelle espèce du genre Campylobacter et avec des protozoaires (Giardia sp. et Tritrichomonas sp.). Expérimentalement, l'inoculation de souris scid (lignées A/J et ICR) conduit à une colonisation des animaux. Le hamster est souvent utilisé dans la recherche biomédicale, notamment pour des études de toxicologie. La colonisation par Helicobacter aurati est alors susceptible de provoquer des lésions pouvant être attribuées aux substances étudiées. Outre ses impacts sur l'expérimentation animale, Helicobacter aurati pourrait servir de modèle d'étude pour les infections humaines à Helicobacter pylori et, notamment, pour étudier les mécanismes responsables de la métaplasie intestinale (des lésions de métaplasie intestinale sont observées chez des individus chroniquement infectés par Helicobacter pylori) et pour étudier l'influence des facteurs associés qui semblent nécessaires à l'apparition des signes cliniques et des lésions. Diagnostic bactériologique Après lavage et broyage des tissus dans du bouillon Brucella enrichi de 5 p. cent de sérum de veau fœtal, l'isolement peut être effectué sur des milieux sélectifs (Cf. supra). L'identification repose sur les caractères phénotypiques (voir tableau I) et sur le séquençage de l'ARNr 16S. Orientation bibliographique PATTERSON (M.M.), SCHRENZEL (M.D.), FENG (Y.) et FOX (J.G.) : Gastritis and intestinal metaplasia in Syrian hamsters infected with Helicobacter aurati and two other microaerobes. Vet. Pathol., 2000, 37, 589-596. PATTERSON (M.M.), SCHRENZEL (M.D.), FENG (Y.), XU (S.), DEWHIRST (F.E.), PASTER (B.J.), THIBODEAU (S.A.), VERSALOVIC (J.) et FOX (J.G.) : Helicobacter aurati sp. nov., a urease-positive Helicobacter species cultured from gastrointestinal tissues of Syrian hamsters. J. Clin. Microbiol., 2000, 38, 3722-3728. VANDAMME (P.), HARRINGTON (C.S.), JALAVA (K.) et ON (S.L.W.) : Misidentifying helicobacters: the Helicobacter cinaedi example. J. Clin. Microbiol., 2000, 38, 2261-2266. * : Caractères généraux du genre Helicobacter D'après : . DEWHIRST (F.E.), FOX (J.G.) et ON (S.L.W.) : Recommended minimal standards for describing new species of the genus Helicobacter. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2000, 50, 2231-2237. . VANDAMME (P.), FALSEN (E.), ROSSAU (R.), HOSTE (B.), SEGERS (P.), TYTGAT (R.) et DE LEY (J.) : Revision of Campylobacter, Helicobacter, and Wolinella taxonomy : emendation of generic descriptions and proposal of Arcobacter gen. nov. Int. J. Syst. Bacteriol., 1991, 41, 88-103. Bacilles à Gram négatif, non sporulés, non ramifiés, de forme droite ou incurvée ou spiralée, aux extrémités arrondies, mesurant 0,3 à 0,6 µm de diamètre sur 1,0 à 5 µm de longueur. Dans les vieilles cultures des formes arrondies ou coccoïdes sont généralement observées. Mobiles grâce à un unique flagelle polaire ou à un flagelle présent à chacun des pôles de la cellule ou à plusieurs flagelles polaires ou à plusieurs flagelles péritriches. Les flagelles sont entourés d'une gaine sauf pour Helicobacter canadensis, Helicobacter ganmani, Helicobacter mesocricetorum, Helicobacter pullorum, Helicobacter rodentium et Helicobacter sp. souche Eaton 94-536. Le type respiratoire est généralement micro-aérophile et le métabolisme est de type respiratoire. Ce sont des bactéries chimio-organotrophes, inactives sur les sucres (toutefois, Helicobacter pylori pourrait phosphoryler le glucose et pourrait oxyder le glucose par la voie d'Entner-Doudoroff), utilisant les acides aminés ou les intermédiaires du cycle de Krebs comme source d'énergie. A l'exception de Helicobacter ganmani qui ne cultive pas dans une atmosphère micro-aérophile, la croissance est optimale après une incubation effectuée à 37 °C dans une atmosphère humide et micro-aérophile. La présence d'hydrogène est nécessaire ou stimule la croissance. Aucune culture n'est observée après incubation à 25 °C ou en présence de 3,5 p. cent de NaCl. En revanche, la croissance n'est pas inhibée par 0,5 p. cent de glycine ou 0,04 p. cent de chlorure de triphényltétrazolium. Les colonies sont non pigmentées. Un caractère positif est observé pour les tests oxydase et catalase (à l'exception de Helicobacter canis, de la majorité des souches de Helicobacter ganmani et de quelques souches de Helicobacter cinaedi, de Helicobacter fennelliae, de Helicobacter pametensis et de Helicobacter pullorum). La réponse est négative pour les tests production d'hydrogène sulfuré en milieu TSI et hydrolyse de l'hippurate. À l'exception de quelques souches atypiques ou de quelques mutants spontanés, les souches des espèces colonisant l'estomac produisent une uréase. La sensibilité à l'acide nalidixique et à la céfalotine est variable selon les espèces. Une sensibilité vis-à-vis de l'ampicilline, de la gentamicine, de la rifampicine et de la tétracycline est très généralement observée. En revanche, les souches résistent au triméthoprime. Le G + C p. cent est compris entre 24 et 48. Retour ** : Composition des milieux CVA et TVP Milieu CVA : Gélose au sang de mouton contenant 20 mg/L de céfopérazone, 10 mg/L de vancomycine et 2 mg/L d'amphotéricine B. Milieu TVP : Gélose au sang de mouton contenant 5 mg/L de triméthoprime, 10 mg/L de vancomycine et 2500 UI/L de polymyxine B. Retour