Taylorella equigenitalis

Autre dénomination : Haemophilus equigenitalis. Systématique Taylorella equigenitalis, agent de la métrite contagieuse des équidés, a été décrite en 1977 et appelée "Haemophilus equigenitalis" en 1978. Ce nomenclature a été omise des Approved Lists of Bacterial Names et n’a été validée qu’en 1983. Toutefois, les caractères phénotypiques, la composition en bases de l’ADN et des études d’hybridation ADN - ADN montrent que cette bactérie est différente des espèces du genre Haemophilus et elle a été transférée dans un nouveau genre dont elle constitue l’unique espèce, sous la dénomination de Taylorella equigenitalis. L’individualisation de ce nouveau genre a été récemment confirmée par les travaux de Bleumink-Pluym et al. qui montrent que le genre Taylorella appartient à la sous classe bêta des Proteobacteria alors que le genre Haemophilus appartient à la sous classe gamma. Actuellement, le genre Taylorella est placé dans la famille des Alcaligenaceae (voir le fichier "Classification"). Caractères bactériologiques Taylorella equigenitalis se présente sous la forme d’un bacille ou d’un coccobacille à Gram négatif, de 1,5 mm de longueur sur 0,7 mm de diamètre, donnant parfois dans les vieilles cultures des formes filamenteuses de 5 à 6 mm de longueur, immobile, non sporulé, possédant à l’isolement une fine capsule visible au microscope électronique et présentant, in vivo, des pili qui pourraient être des facteurs d’attachement aux cellules épithéliales. Taylorella equigenitalis est micro-aérophile, sa culture nécessite 5 à 10 p. cent de CO2, une température comprise entre 30 et 42 °C et une humidité relative. La croissance n’est pas obtenue sur les milieux ordinaires, elle est extrêmement faible sur gélose au sang et elle n’est pas stimulée par la présence du facteur X et/ou V. Les conditions optimales de culture sont représentées par l’utilisation d’une gélose chocolat incubée à 37 °C dans une atmosphère contenant au moins 70 p. cent d’humidité et 7 p. cent de CO2. Les colonies ne sont pas visibles à l’œil nu avant 48 ou 72 heures et, lors de l’isolement, certaines souches ne donnent une culture qu’après 5 voire même 13 jours d’incubation. Après 48 heures d’incubation, les colonies sont rondes, convexes, lisses, brillantes, à bord régulier, légèrement grisâtres et d’une taille de 0,5 à 2 mm. Après 72 heures d’incubation, les colonies s’aplatissent et leur centre devient plus opaque. La taille des colonies augmente régulièrement pour atteindre 7 à 10 mm après 10 jours d’incubation. Les souches qui ne poussent qu’après 5 jours d’incubation, donnent des colonies d’un diamètre de 0,15 mm et leur taille n’excède pas 0,25 mm après 10 jours. La croissance de Taylorella equigenitalis se produit également dans divers milieux liquides (bouillon Eugon, bouillon Brucella, bouillon cœur-cervelle additionné de 1 p. cent de Fildes et elle conduit à un trouble discret visible après 72 heures d’incubation. Une culture plus abondante, se traduisant par un trouble homogène et le développement d’un voile, est obtenue dans un milieu à base de protéose, de peptone (Difco n° 3), de digestion de foie, d’extraits de levure et de sérum de cheval. Taylorella equigenitalis possède une catalase, une cytochrome oxydase, une phosphatase alcaline et une phosphatase acide mais les autres caractères biochimiques, étudiés selon les techniques classiques, sont fréquemment négatifs (uréase, gélatinase, lipase, désoxyribonucléase, phénylalanine désaminase, lysine décarboxylase, ornithine décarboxylase, arginine dihydrolase, production d’H2S, production d’indole, réduction des nitrates, réduction des nitrites, acidification des sucres,bêta galactosidase,...). Par contre, la bactérie exerce une activité enzymatique sur des substrats variés. Notons simplement que toutes les souches possèdent des aminopeptidases actives sur les dérivés de l’alanine, de l’arginine, de l’acide aspartique, de l’acide glutamique, de la glycine, de la lysine, de la méthionine ou de la sérine et que toutes les souches possèdent des estérases actives sur les composés en C 5 et C 6. Habitat et pouvoir pathogène La métrite contagieuse des équidés est une infection sexuellement transmissible ou transmise à la faveur d’explorations gynécologiques effectuées dans des conditions d’hygiène insuffisantes ou par l’intermédiaire du matériel de contention utilisé lors des saillies. Le germe a été mis en évidence chez des bovins par une technique de PCR mais, seuls les équidés semblent susceptibles d’exprimer des signes cliniques. La maladie a été initialement décrite en Angleterre puis diagnostiquée ultérieurement aux États Unis, au Japon en Australie et en Europe (Allemagne, Belgique, France, Hollande, Irlande, Italie, Suisse, ...). La métrite contagieuse des éqidés est inscrite sur la liste B de l'OIE (maladies de la liste B de l'Office International des Epizooties). L’infection existe chez les deux sexes mais le mâle est un simple porteur de germes (fourreau, fosse urétrale, urètre, liquide pré-éjaculatoire, sperme) et seule la jument exprime des signes cliniques. La forme aiguë se traduit par une endométrite avec apparition, dans les 2 à 4 jours suivant le contact infectant, d’écoulements vaginaux et utérins abondants qui s’estompent progressivement pour disparaître spontanément en 15 à 20 jours. Actuellement, cette forme aiguë classique est moins fréquente et laisse la place à des formes chroniques, plus frustres et d’évolution insidieuse. Taylorella equigenitalis n’est qu’exceptionnellement responsable d’avortements et les juments gravides infectées donnent généralement naissance à des poulains en bonne santé. L’infection reste localisée aux muqueuses génitales, elle ne provoque pas de mortalité, elle n’altère pas l’état général des animaux mais elle a des répercussions économiques importantes car elle provoque une baisse ultérieure de la fécondité et elle constitue une entrave aux échanges commerciaux. En raison de l’importance économique de la maladie et afin d’obtenir l’éradication de l’infection, la métrite contagieuse des équidés a été inscrite sur la liste des "maladies réputées contagieuses" (décret du 13 janvier 1992). Diagnostic bactériologique L’inscription de la métrite contagieuse des équidés sur la liste des maladies réputées contagieuses entraîne la mise en place d’une législation sanitaire. Parmi les mesures réglementaires, certaines concernent la réalisation du prélèvement et les modalités du diagnostic de laboratoire (arrêté du 7 février 1992, circulaire DGAL 92/8006 du 11 mai 1992, note de service DGAL n° 8062 du 3 avril 1992). Les principales dispositions sont résumées ci-dessous. Réalisation du prélèvement : Pour assurer la qualité des prélèvements, les textes prévoient les mesures suivantes : - Les prélèvements sont réalisés par un vétérinaire sanitaire ayant suivi une formation spécialisée. - Le matériel, les modalités pratiques et les sites de prélèvement sont codifiés. - Les prélèvements sont ensemencés sur place dans les 10 minutes suivant leur réalisation ou placés dans un milieu de transport (AMIES-charbon) et ils doivent alors parvenir au laboratoire dans les 24 heures. Les échantillons qui parviennent au laboratoire dans d’autres milieux de transport ou dans un délai supérieur à 24 h ne peuvent être acceptés. - Les prélèvements sont accompagnés d’une fiche de commémoratifs d’un modèle officiel. Diagnostic de laboratoire : - Les analyses sont effectuées par des laboratoires agréés. - La méthode de diagnostic est codifiée par un laboratoire de référence et le Comité Français d’Accréditation (COFRAC) a publié un texte de référence (texte de référence BA 240 édité par le CNEVA) détaillant les modalités de ce diagnostic. Il consiste à isoler et à identifier le germe (en France, seuls l’isolement et l’identification sont officiellement agréés pour le diagnostic et le dépistage des animaux porteurs). La mise en culture s’effectue le plus rapidement possible sur au moins 2 géloses chocolat par échantillon. Ces géloses dont le pH doit être compris entre 7,2 et 7,4, sont fabriquées à partir d’une base Columbia ou Eugon contenant 10 p. cent de sang de cheval ou de mouton défibriné et cuit 10 minutes à 80 °C. L’une des géloses chocolat est additionnée de streptomycine (200 mg/ml) et d’un antifongique (actidione 10,0 mg/ml ou amphotéricine B 5 mg/ml). Pour les prélèvements supposés très contaminés on peut ensemencer, en plus, une gélose contenant 400 mg/ml de streptomycine. L’addition de Polyvitex (1 p. cent v/v) ou de Fildès (1 p. cent v/v) est recommandée. Les boîtes sont incubées à 37 °C dans une atmosphère d’humidité contrôlée (70 p. cent minimum) et contenant 7 à 10 p. cent de CO2. Les cultures sont observées journellement et un délai minimum de 6 jours est obligatoire avant de déclarer la recherche négative. L’efficacité de la technique doit être contrôlée systématiquement par ensemencement simultané de deux souches de référence (une souche streptomycine-sensible et une souche streptomycine-résistante). L’identification repose sur la bactérioscopie, sur les exigences culturales (absence de pousse sur gélose au sang incubée 24 heures en atmosphère ordinaire), sur l’exigence en CO2 (en testant en parallèle une souche de référence) et sur les caractères biochimiques de base (oxydase, catalase et phosphatases positives). L’identité de la souche est ensuite vérifiée par agglutination rapide sur lame avec un antisérum spécifique après avoir exclu la possibilité d’une auto-agglutination. Le test d’agglutination doit être validé à l’aide d’une souche de référence et la lecture ne doit pas excédé 1 minute. - Les laboratoires s’engagent à communiquer le jour même tous les résultats d’analyses au Directeur des services vétérinaires du lieu de stationnement de l’animal. Ce diagnostic bactériologique de Taylorella equigenitalis est long et parfois aléatoire aussi, il convient de multiplier les sites de prélèvements et de répéter les examens. Cette recherche est également difficile lorsque le nombre de bactéries est faible et que le prélèvement contient une flore annexe importante. Dans ce dernier cas, la recherche est encore plus délicate si la souche de Taylorella equigenitalis est sensible à la streptomycine. Pour toutes ces raisons, une technique d’immunofluorescence indirecte, mise en œuvre directement sur les prélèvements, a été développée par J. Vaissaire et C. Tram. Les antisérums de lapins hyperimmunisés montrent une très bonne spécificité puisque, parmi les germes susceptibles d’être présents dans des prélèvements, seuls Pseudomonas fluorescens et Staphylococcus aureus présentent une fluorescence. Cette technique, non encore officielle, est rapide (24 heures), plus sensible que la culture mais elle nécessite une grande attention au moment de la lecture. La PCR, mise en œuvre sur les prélèvements se révèle moins sensible qu’un test PCR effectué sur des cultures. Cette dernière technique, très sensible, très spécifique et permettant de donner un résultat en 3 jours, pourrait être utilisée en routine. L’analyse des profils de restriction se révèle utile pour des enquêtes épidémiologiques. Sensibilité aux antibiotiques Les souches de Taylorella equigenitalis sont résistantes à la clindamycine, à la lincomycine et au métronidazole, elles présentent une sensibilité variable à la colistine, à la streptomycine, au sulfaméthoxazole ou au triméthoprime mais, elles sont sensibles à de nombreux autres antibiotiques : pénicilline, ampicilline, céfalotine, gentamicine, kanamycine, néomycine, chloramphénicol, tétracycline, érythromycine, acide nalidixique, bacitracine... En pratique, pour éviter un traitement mal conduit, celui-ci est étroitement réglementé et ses modalités ainsi que son contrôle sont variables selon les animaux (étalon ou jument). Prophylaxie Il n’existe pas de vaccin apte à prévenir l’infection et la prophylaxie repose exclusivement sur des mesures sanitaires (dépistage obligatoire des étalons livrés à la monte publique, mise en place d’un contrôle sanitaire officiel des établissements étalonniers et des juments, ...) régies par divers arrêtés complétés par des circulaires officielles. Orientation bibliographique BLEUMINCK-PLUYM (N.), TER LAAK E.D.A.) et VAN DER ZEIJST (B.A.M.) : Epidemiologic study of Taylorella equigenitalis strains by field inversion gel electrophoresis of genomic restriction endonuclease fragments. J. Clin. Microbiol., 1990, 28, 2012-2016. BLEUMINCK-PLUYM (N.M.C.), VAN DIJK ((L.), VAN VLIET (A.H.M.), VAN DER GIESSEN (J.W.B.) et VAN DER ZEIJST (B.A.M.) : Phylogenetic position of Taylorella equigenitalis determined by analysis of amplified 16S ribosomal DNA sequences. Int. J. Syst. Bacteriol., 1993, 43, 618-621. BLEUMINCK-PLUYM (N.M.C.), WERDLER (M.E.B.), HOUWERS (D.J.), PARLEVLIET (J.M.), COLENBRANDER (B.) et VAN DER ZEIJST (B.A.M.) : Development and evaluation of PCR test for detection of Taylorella equigenitalis. J. Clin. Microbiol., 1994, 32, 893-896. BREWER (R.A.) : Contagious equine metritis : a review/summary. Vet. Bull., 1983, 53, 881-891. CHANTER (N.), VIGANO (F.), COLLIN (N.C.) et MUMFORD (J.A.) : Use of a PCR assay for Taylorella equigenitalis applied to samples from the United Kingdom. Vet. Rec., 1998, 143, 225-227. DABERNAT (H.J.), DELMAS (C.F.), TAINTURIER (D.J.) et LARENG (M.B.) : In vitro susceptibility of Haemophilus equigenitalis, the causative organism of contagious equine metritis 1977, to antimicrobial agents. Antimicrob. Agents Chemother., 1980, 18, 841-843. DABERNAT (H.J.), TAINTURIER (D.), DELMAS (C.), FERNEY (J.) et LARENG (B.) : Etude bactériologique de Haemophilus equigenitalis Taylor 1978, agent de la métrite contagieuse de la jument. Ann. Rech. Vét. 1980, 11, 289-299. FERNIE (D.S.) : Growth of the contagious equine metritis organism in a liquid medium. Vet. Rec. 1978, 103, 187-188. GRADINARU (D.A.), HELMER (J.M.) et KLEIN (F.) : Production and characterization of monoclonal antibodies against Taylorella equigenitalis. Vet. Res., 1997, 28, 65-76. GUERIN (B.) : Diagnostic bactériologique de la métrite contagieuse équine : prélèvements, culture et caractérisation de Taylorella equigenitalis. Rec. Méd. Vét. 1992, 168, 1029-1043. KANEMARU (T.), KAMADA (M.), WADA (R.), ANZAI (T.), KUMANOMIDO (T.), YOSHIKAWA (H.) et YOSHIKAWA (T.) : Electron microscopic observation of Taylorella equigenitalis with pili in vivo. J. Vet. Med. Sci. 1992, 54, 345-357. MATSUDA (M.), MIYAZAWA (T.), MOORE (J.E.), BUCKLEY (T.C.) et THOMAS (L.A.) : Molecular genotyping by pulsed-field gel electrophoresis of restricted genomic DNA of strains of Taylorella equigenitalis isolated in Ireland and in the United States. Vet. Res. Com. 1998, 22, 217-224. MIYAZAWA (T.), M. MATSUDA (M.), ISAYAMA (Y.), SAMATA (Y.), ISHIDA (T.), OGAWA (S.), TAKEI (K.), HONDA (M.) et KAMADA (M.) : Genotyping of isolates of Taylorella equigenitalis from thoroughbred brood mares in Japan. Vet. Res. Com., 1995, 18, 93-98. PARLEVLIET (J.M.), BLEUMINCK-PLUYM (N.M.C.), HOUWERS (D.J.), REMMEN (J.L.A.M.), SLUIJTER (F.J.H.) et COLENBRANDER (B.) : Epidemiologic aspects of Taylorella equigenitalis. Theriogenology, 1997, 47, 1169-1177. RICKETTS (S.W.) : Contagious equine metritis (CEM). Equine Vet. Educ., 1996, 8, 166-170. SAHU (S.P.) et DARDIRI (A.H.) : Contagious equine metritis : isolation and characterization of the etiologic agent. Am. J. Vet. Res. 1980, 41, 1379-1382. SUGIMOTO (C.), ISAYAMA (Y.), SAKAZAKI (R.), and KURAMOCHI (S.): Transfer of Haemophilus equigenitalis Taylor et al. 1978 to the genus Taylorella gen. nov. as Taylorella equigenitalis comb. nov. Curr. Microbiol., 1983, 9, 155-162. TAINTURIER (D.J.), DELMAS (C.F.) et DABERNAT (H.J.) : Bacteriological and serological studies of Haemophilus equigenitalis, agent of contagious equine metritis. J. Clin. Microbiol., 1981, 14, 355-360. TAYLOR (C.E.D.), ROSENTHAL (R.O.) et BROWN (D.F.J.) : The causative organism of contagious equine metritis 1977 : Proposal for a new species to be known as Haemophilus equigenitalis. Equine Vet. J. 1978, 10, 136-144. VAISSAIRE (J.), GAILLOT (C.), LE DOUJET (C.) et F. PIROUELLE (F.) : Métrite contagieuse des équidés en France : situation, diagnostic et réglementation. Bull. Soc. Vét. Prat. de France, 1992, 76, 265-275. VAISSAIRE (J.) et TRAM (C.) : Métrite contagieuse équine. Le diagnostic par immunofluorescence. Bull. Acad. Vét. de France, 1992, 65, 161-170.